Biomikroskopija attiecībā uz audu bloku tilpumu
Bioloģiskā mikroskopija Līdz šim fiksācija aukstā veidā, sasaldēta ultraplāna sekcija un žāvēšana liofilizācijā ir ierastas audu un šūnu rentgena mikrosekciju metodes. Šīs metodes detaļas ir izskaidrotas šādi:
Bioloģiskajiem mikroskopiem ar kondensatoru kondensatoru var pārvietot uz augšu un uz leju, lai padarītu spilgtumu mērenu, un var mainīt arī mainīgās gaismas diafragmu, lai sasniegtu mērenu 9b spilgtumu. Ja gaisma ir saulaina, var atbilstoši pacelt kondensatoru un attiecīgi palielināt mainīgā gaismas avota apertūru. Ja gaisma ir pārāk spēcīga, kondensatora lēcu var attiecīgi nolaist un krustojošās gaismas diafragmu var attiecīgi samazināt. Ja šajā gadījumā joprojām jūtaties žilbinoši, varat izvēlēties atbilstošu filtru un novietot to uz kronšteina zem kondensatora. Šis ozols varēs iegūt tādu spilgtumu, kas jūs apmierina. Protams, kondensatora augšējās un apakšējās pozīcijas regulēšana, mainīgā optiskā rādījuma diafragmas lieluma regulēšana un piemērota filtra izvēle prasa zināmu prakses laiku, lai iegūtu pieredzi.
Ļoti svarīgs jautājums bioloģiskajā mikroskopijā ir tas, ka paraugu ņemšanas un šūnu atdalīšanas procesā pēc liofilizēšanas un sveķu iestrādāšanas (FD), pēc īpaši plānu agregātu sasaldēšanas un pēc žāvēšanas liofilizē 65 elementu saturs katrā daļā. jārīkojas uzmanīgi. Analizējamās šūnas nevar tikt bojātas. Tā kā rentgenstaru mikroanalīzē ir ne tikai daudz darbību, bet arī lielas izmaksas. Ja analizētās šūnas ir bojātas šūnas vai mirušas šūnas pēc ilgas un daudzpakāpju apstrādes, ir ļoti žēl izdarīt nepareizus secinājumus. Piemēram, kardiomiocītiem, kas atdalīti ar kolagenāzes apstrādi, ir divas formas, viena ir garš stienis
Biomikroskopija Elektrolītu daudzums un sadalījums šajos divu veidu šūnās ir diezgan atšķirīgs. Na ir ļoti augsts un K ir ļoti mazs apļveida kardiomiocītos, un ca koncentrācija nematodēs ir ļoti augsta. Pārbaudot ar citām analīzes metodēm, ir pierādīts, ka apaļo šūnu augstais Na un zemais K līmenis un augstais Ca līmenis mitohondrijās ir saistīts ar šūnu membrānas bojājumiem šūnu atdalīšanas procesā. Ledus aukstā šūnu un audu fiksācijas metode parasti ir vispirms veikt dzēšanu un fiksāciju un pēc tam uzglabāt šķidrā slāpeklī. Dzēšošā fiksācija ir ļoti svarīga saglabāšanas efektam. Dzīvās šūnas vai svaigi audi ir bagāti ar ūdeni. Dzēšot, nereti vispirms tiek sasaldētas un fiksētas tās šūnu vai audu daļas, kas ir tiešā saskarē ar drupināto aukstumaģentu (īpaši, dzesējot ar šķidro slāpekli), tādējādi veidojas "čaula", kas traucē Šūnu centrālās daļas tika sasmalcināts un auksti fiksēts. Tāpēc, veicot X-line mikrozonu analīzi, bieži tiek konstatēts, ka lielāku šūnu centrā ir ledus kristāli. Lai tas nenotiktu, kā šķelto aukstumaģentu izmanto vielu, kuras kušanas temperatūra ir augstāka par šķidrā slāpekļa kušanas temperatūru, bet zemāka par 806c. Šādu vielu ir daudz, bet visvieglāk iegūt, lētākais ir koncentrētais propāns (viršanas temperatūra - 42.120c, kušanas temperatūra - 187.10c, molekulmasa 44,1), un dzesēšanas ātrums ir ātrākais. . Bet tā trūkums ir tas, ka tas ir viegli uzliesmojošs.
Ar bioloģisko mikroskopu muskuļu šķiedru var novietot uz speciāla statīvā, lai tad, kad muskuļu šķiedru kontrakcija sasniedz noteiktu fāzi un tā ir jāfiksē, nekavējoties iedarbiniet sprauslu, lai izsmidzinātu šķidrumu ar propānu uz muskuļu šķiedru, lai to dzēstu un nostiprinātu. Tad muskuļu šķiedras kopā ar rāmi tika izņemtas un ievietotas šķidrā slāpeklī. Ja fiksējat asins šūnas vai izolētas šūnas, vispirms koncentrējiet šūnas, centrifugējot ar mazu ātrumu, pārnesiet šūnas uz sudraba flakonu ar labu siltumvadītspēju, ievietojiet flakonu šķidrā propānā un sasaldējiet fiksācijai. Fiksējot žurkas aizkuņģa dziedzeri Hall laboratorijā, divi tērauda bloki tika iepriekš atdzesēti ar šķidru hēliju (vai šķidro slāpekli), un divi vara bloki tika saspiesti ar knaiblēm un novietoti aizkuņģa dziedzera priekšpusē un aizmugurē, lai nomierinātu un fiksētu. aizkuņģa dziedzeris. Audus vai šūnas var uzglabāt šķidrā slāpeklī ilgstošai uzglabāšanai pēc dzēšanas un fiksācijas.
Bioloģiskā mikroskopija Papildus pašlaik viscienījamākajai saldētas ultraplānas sekcijas metodei, šeit ir vēl viena zinātnieku izmantotā nogulsnēšanas metode. Vielu pievieno, lai izveidotu nogulsnes ar analizējamo komponentu, lai to imobilizētu pirms analīzes, un pēc tam nogulsnes tiek analizētas. Piemēram, cilvēki bieži izmanto oksalātu un piroantimonātu, lai nogulsnētu ca muskuļu šūnās. Pirmais nav pietiekami jutīgs pret zemo Ca koncentrāciju citoplazmā; piroantimonāts ir jutīgāks un smadzenēs var veidot elektronu blīvas nogulsnes ar brīvo Ca, bet piroantimonāts nav saderīgs ar nātriju, mangānu, bāriju, dzelzi. Veidojas arī nogulsnes un tās ir mazāk specifiskas. Paraugu sagatavošanas process ir līdzīgs parasto transmisijas elektronu mikroskopa ultraplānas sekciju paraugu sagatavošanai, atšķirība ir tāda, ka 6 stundas pirms fiksācijas tika fiksēts 3 procentu kālija piroantimonāts (fosfāta buferšķīdums, pH 7,6), un uz iekrāsotajām muskuļu ultraplānām sekcijām, Katra sarkomēra joslu A un 2 viduslīnijās tika novērotas melnas nogulsnes, un rentgena mikroanalīzē tika izmantotas nekrāsotas sekcijas. Diaminobenzidīna tetrahidrohlorīds (DAB) tika izmantots, lai izgulsnētu hēmu saturošas vielas un tā tālāk. Histoķīmiskās nokrišņu reakcijas un rentgenstaru mikrodiferenciācijas tilta kombināciju var apsvērt laboratorijās, kurās nav sasaldētu īpaši plānu griezumu apstākļu. Daļēji kvantitatīvu var veikt atbilstoši analizējamo elementu pīķa augstumam
